Резюме. Представлены результаты исследования микробиотического профиля верхних дыхательных путей у пациентов с тяжелой бронхиальной астмой. Проведен сравнительный анализ микробиоты носоглотки у пациентов с тяжелой бронхиальной астмой и практически здоровых лиц с использованием современных микробиологических методов, включая MALDI-TOF масс-спектрометрию. Установлено, что тяжелая бронхиальная астма сопровождается признаками дисбиоза, проявляющимися снижением микробного разнообразия, уменьшением носительства комменсальных микроорганизмов, прежде всего Staphylococcus epidermidis, а также изменением количественных характеристик бактериальной колонизации. Полученные данные свидетельствуют о возможной роли нарушений микробиоты верхних дыхательных путей в патогенезе тяжелой бронхиальной астмы и обосновывают необходимость дальнейшего изучения микробиотических изменений для совершенствования диагностики и мониторинга заболевания.

Ключевые слова: бронхиальная астма, тяжелая бронхиальная астма, микробиота, дисбиоз, носоглотка, MALDI-TOF MS, Staphylococcus epidermidis.

 

Для цитирования: Сатликов Р.К., Арипова Т.У., Абдуллаев Р.Б., Каримов Х.Р., Зиядуллаев Ш.Х. Микробиотический профиль пациентов с тяжелой формой бронхиальной астмы // Медицинские новости. – 2026. – №8. – С. 74–78.

 

Summary. This study presents the results of an investigation of the upper respiratory tract microbiota in patients with severe bronchial asthma. A comparative analysis of the nasopharyngeal microbiota in patients with severe bronchial asthma and healthy individuals was performed using modern microbiological methods, including MALDI-TOF mass spectrometry. Severe bronchial asthma was associated with signs of microbial dysbiosis characterized by reduced microbial diversity, decreased colonization by commensal microorganisms, particularly Staphylococcus epidermidis, and altered quantitative bacterial growth. These findings suggest a potential role of upper airway microbiota alterations in the pathogenesis of severe bronchial asthma and support further investigation of microbiota as a promising tool for disease assessment and monitoring.

Keywords: bronchial asthma, severe bronchial asthma, microbiota, dysbiosis, nasopharynx, MALDI-TOF MS, Staphylococcus epidermidis.

 

Использованные сокращения: MALDI-TOF MS – времяпролетная масс-спектрометрия с матрично-активированной лазерной десорбцией/ионизацией, ЖСА – желточно-солевой агар

__________________________________________________________________________________

Бронхиальная астма остается одним из наиболее распространенных хронических заболеваний дыхательных путей, а ее тяжелая форма характеризуется выраженной клинической гетерогенностью, частыми обострениями и недостаточным контролем над симптомами даже на фоне максимального объема базисной терапии, что закреплено в действующих международных рекомендациях [7, 23]. В последнее десятилетие сформировалось устойчивое представление о том, что слизистая оболочка дыхательных путей не является стерильной средой, а представляет собой динамическую микробную экосистему, активно взаимодействующую с локальным и системным иммунитетом хозяина [4, 19].

Верхние дыхательные пути, и, в частности, носоглотка, рассматриваются как ключевые «ворота» респираторного тракта и источник микробной колонизации нижележащих отделов, что обосновывает их особую значимость при изучении хронических бронхолегочных заболеваний [1, 2, 18]. Ряд исследований продемонстрировал, что у пациентов с тяжелой бронхиальной астмой состав и плотность назальной и бронхиальной микробиоты отличаются от показателей здоровых лиц, формируя так называемый дисбиотический паттерн – снижение микробного разнообразия, обеднение комменсальной флоры и относительное усиление условно-патогенного компонента [6, 9, 10].

Несмотря на накопленный международный опыт, сведения о микробиотическом профиле верхних дыхательных путей у пациентов с тяжелой бронхиальной астмой в Центральноазиатском регионе, в частности в Узбекистане, остаются крайне ограниченными. Кроме того, применение современных методов видовой идентификации, таких как времяпролетная масс-спектрометрия с матрично-активированной лазерной десорбцией/ионизацией (MALDI-TOF MS), позволяет существенно повысить точность и воспроизводимость микробиологического анализа по сравнению с классическими культуральными подходами [16].

Цель исследования – проведение сравнительного анализа видового состава и количественных характеристик микробиоты верхних дыхательных путей у пациентов основной группы с тяжелой бронхиальной астмой и лиц контрольной группы без признаков хронической бронхолегочной патологии, а также выявление направленных межгрупповых различий, отражающих дисбиотический сдвиг при тяжелом течении заболевания.

Исследование выполнено как одноцентровое наблюдательное клинико-микробиологическое исследование на базе Ургенчской городской клинической больницы №1 города с соблюдением международных биоэтических норм и принципов Хельсинкской декларации [26]. Микробиологическая подвыборка, на материале которой выполнен настоящий сравнительный анализ, включала 100 пациентов основной группы с тяжелой бронхиальной астмой и 30 практически здоровых лиц контрольной группы.

Критерии включения пациентов основной группы формулировались в соответствии с диагностическими критериями тяжелой бронхиальной астмы, согласованными с действующей редакцией международных рекомендаций GINA [7] и критериями ERS/ATS для рефрактерной/тяжелой астмы. Критерии исключения были направлены на обеспечение однородности выборки в отношении факторов, способных самостоятельно влиять на состав микробиоты верхних дыхательных путей (острые респираторные инфекции и системная антибактериальная терапия в течение предшествующих четырех недель, иная хроническая бронхолегочная патология, иммунодефицитные состояния). Контрольная группа формировалась из практически здоровых лиц, постоянно проживающих в Хорезмской области, без признаков бронхиальной астмы и иной хронической бронхолегочной патологии на момент включения.

Забор биологического материала производился со слизистой оболочки носоглотки стерильным ватным тампоном с использованием транспортной системы с питательной средой Стюарта/Эймиса («Stuart»/«Amies»). Первичный посев выполнялся секторальным методом на четыре селективные питательные среды: кровяной агар (для выделения преимущественно грамположительной кокковой флоры), желточно-солевой агар (ЖСА, для стафилококков), среду Эндо (для энтеробактерий) и среду Сабуро (для дрожжевых и плесневых грибов). Питательные среды готовились из сухих коммерческих сред промышленного производства согласно инструкциям изготовителя; стерилизация проводилась автоклавированием в рекомендованных режимах. Культивирование осуществлялось в термостате при 37 °C в течение 24 часов с возможным продлением инкубации до 48 часов; среда Сабуро инкубировалась при комнатной температуре до 5 суток. Количество выросших колоний подсчитывалось с использованием бинокулярной лупы по принципу полуколичественного бактериологического исследования; результат выражался в виде показателя степени по основанию 10 (10²–10? КОЕ/мл), при отсутствии роста результат кодировался как «рост отсутствует».

Идентификация выделенных культур проводилась в двух взаимодополняющих режимах. Первый – классическая идентификация по морфологическим, тинкториальным, культуральным и биохимическим свойствам. Второй, основной для целей видовой верификации, – MALDI-TOF MS, широко применяемая в современной клинической микробиологии благодаря высокой скорости и воспроизводимости видовой идентификации [16, 21, 27]. Видовая идентификация считалась достоверной при балльной оценке ≥2,0 согласно рекомендациям производителя; результаты в диапазоне 1,7–1,99 рассматривались как пограничные и верифицировались повторной подготовкой препарата и регистрацией спектра, при сохранении пограничного результата – дополнительно классическими методами.

Определение чувствительности выделенных бактериальных изолятов к антимикробным препаратам проводилось диско-диффузионным методом и/или методом микроразведений в соответствии с действующими клиническими пороговыми значениями Европейского комитета по определению чувствительности к антимикробным препаратам (EUCAST, версия 14.0) [5]; метициллин-резистентность стафилококков определялась по чувствительности к цефокситину как стандартному маркерному препарату скрининга. Контроль качества микробиологических исследований обеспечивался параллельной постановкой определений с контрольными штаммами международных коллекций, рекомендованных EUCAST.

Статистическая обработка выполнялась в пакете STATISTICA 10.0 (StatSoft, США). Категориальные показатели описывались как абсолютные и относительные частоты с 95% доверительными интервалами, рассчитанными методом Уилсона. Межгрупповые сравнения категориальных признаков выполнялись точным критерием Фишера (для таблиц 2×2) и критерием c² (для многокатегорийных распределений); силу ассоциации оценивали отношением шансов (ОШ) с 95% доверительным интервалом, при наличии нулевых ячеек применялась поправка Холдейна (+0,5 во все ячейки таблицы). Сравнение упорядоченных количественных уровней роста (КОЕ/мл) между группами проводилось непараметрическим U-критерием Манна – Уитни в связи с отклонением распределения от нормального. Формальная коррекция уровня значимости на множественные сравнения не применялась с учетом пилотного характера сопоставительного анализа и ограниченного объема контрольной подвыборки (n=30); отдельные значения p интерпретировались с учетом этого ограничения, статистически значимыми считались различия при p<0,05, уровень тенденции определялся при 0,05≤p<0,10.

Микробиологическая подвыборка включала 100 пациентов основной группы с тяжелой бронхиальной астмой (57 женщин, 43 мужчины; медиана возраста – 53 года, Q1–Q3: 42–65) и 30 практически здоровых лиц контрольной группы (медиана возраста – 22 года, диапазон – 20–40 лет). Группы структурно несопоставимы по возрасту, что учитывалось при интерпретации результатов (см. обсуждение); сравнительный анализ носит пилотный характер, в связи с чем формальная коррекция на множественные сравнения не применялась.

Сопоставление групп по обобщенным результатам высева выявило направленный сдвиг в сторону обеднения микробиоты при тяжелой бронхиальной астме (табл. 1). Рост хотя бы на одной из четырех селективных сред был зарегистрирован у 81,0% пациентов основной группы против 96,7% в контрольной группе, а доля лиц с полностью отрицательной микробиологической идентификацией оказалась примерно в пять раз выше в основной группе (16,0% против 3,3%; точный критерий Фишера, p=0,119 – уровень тенденции). Распределение по числу выделенных методом MALDI-TOF MS видов (0/1/2) значимо различалось между группами (c²=6,07; df=2; p=0,048): при сопоставимой доле обследованных с единственным выделенным видом (72,0% и 70,0%) двухвидовое носительство регистрировалось у пациентов основной группы более чем в два раза реже (12,0% против 26,7%; ОШ=0,38; 95% ДИ 0,14–1,03; p=0,080).

 

Показатель	Пациенты с тяжелой формой БА (n=100)	Группа здоровых лиц (n=30)	ОШ (95% ДИ)	p
Рост хотя бы на 1 среде	81 (81,0%)	29 (96,7%)	–	0,119
Полностью отрицательный результат	16 (16,0%)	1 (3,3%)	–	0,119
Выделен 1 вид (MALDI-TOF)	72 (72,0%)	21 (70,0%)	–	–
Выделено 2 вида (MALDI-TOF)	12 (12,0%)	8 (26,7%)	0,38 (0,14–1,03)	0,080
Распределение 0/1/2 видов (c²)	–	–	–	0,048
Рост ≥10? КОЕ/мл, кровяной агар	23 (23,0%)	18 (60,0%)	0,20 (0,08–0,47)	<0,001
Рост ≥10? КОЕ/мл, ЖСА	14 (14,0%)	12 (40,0%)	0,24 (0,10–0,61)	0,004

 

Развернутое поименное сопоставление всех 15 микроорганизмов, идентифицированных методом MALDI-TOF MS, и соответствующих функциональных групп представлено в таблице 2. Хотя бы один вид был верифицирован у 84 (84,0%) пациентов основной группы и у 29 (96,7%) лиц контрольной группы (точный критерий Фишера, p=0,119).

 

Микроорганизм / группа	Пациенты с тяжелой формой БА, n (%)	Группа здоровых лиц, n (%)	ОШ (95% ДИ)	p
Стафилококки
Staphylococcus epidermidis	41 (41,0%)	19 (63,3%)	0,40 (0,17–0,93)	0,038
Staphylococcus aureus	32 (32,0%)	9 (30,0%)	1,10 (0,45–2,67)	1,000
Staphylococcus warneri	1 (1,0%)	0 (0%)	–	1,000
Staphylococcus haemolyticus	2 (2,0%)	0 (0%)	–	1,000
Любой Staphylococcus	72 (72,0%)	27 (90,0%)	0,29 (0,08–1,02)	0,051
Энтеробактерии
Klebsiella pneumoniae	2 (2,0%)	2 (6,7%)	0,29 (0,04–2,12)	0,228
Klebsiella aerogenes	1 (1,0%)	2 (6,7%)	0,14 (0,01–1,62)	0,133
Klebsiella variicola	0 (0%)	1 (3,3%)	–	0,231
Enterobacter cloacae	1 (1,0%)	1 (3,3%)	0,29 (0,02–4,83)	0,410
Citrobacter koseri	1 (1,0%)	0 (0%)	–	1,000
Pantoea septica	1 (1,0%)	0 (0%)	–	1,000
Любая Enterobacteriaceae	6 (6,0%)	6 (20,0%)	0,26 (0,08–0,86)	0,031
Коринебактерии
Corynebacterium pseudodiphtheriticum	5 (5,0%)	1 (3,3%)	1,53 (0,17–13,60)	1,000
Corynebacterium propinquum	6 (6,0%)	0 (0%)	–	0,335
Любой Corynebacterium	11 (11,0%)	1 (3,3%)	3,58 (0,44–28,97)	0,294
Прочие
Micrococcus luteus	1 (1,0%)	0 (0%)	–	1,000
Neisseria mucosa	1 (1,0%)	0 (0%)	–	1,000
Плесневые грибы	1 (1,0%)	2 (6,7%)	0,14 (0,01–1,62)	0,133
Любой микроорганизм (MALDI-TOF)	84 (84,0%)	29 (96,7%)	–	0,119

 

Стафилококки. Статистически значимым результатом данного раздела явилось снижение носительства Staphylococcus epidermidis в основной группе – 41,0% против 63,3% в контрольной группе (ОШ=0,40; 95% ДИ 0,17–0,93; p=0,038). Частота носительства S. aureus была сопоставима между группами (32,0% и 30,0%; ОШ=1,10; 95% ДИ 0,45–2,67; p=1,000). Редкие виды рода Staphylococcus – S. warneri (1 случай в основной группе) и S. haemolyticus (2 случая в основной группе) – не были обнаружены в контрольной группе; единичные частоты исключают статистическую оценку для этих видов. На уровне функциональной группы «любой стафилококк» различие достигало лишь уровня тенденции (72,0% против 90,0%; ОШ=0,29; 95% ДИ 0,08–1,02; p=0,051).

 

Среда	Доля с ростом ≥10? КОЕ/мл, основная группа	Доля с ростом ≥10? КОЕ/мл, контрольная группа	ОШ (95% ДИ)	p (Фишер)	p (Манна – Уитни)
Кровяной агар	23,0%	60,0%	0,20 (0,08–0,47)	<0,001	<0,001 (U=703,0)
ЖСА	14,0%	40,0%	0,24 (0,10–0,61)	0,004	<0,001 (U=859,0)
Эндо	–	–	–	–	0,008
Сабуро	–	–	–	–	0,012

 

Энтеробактерии. Суммарное носительство представителей семейства Enterobacteriaceae было значимо реже в основной группе (6,0% против 20,0%; ОШ=0,26; 95% ДИ 0,08–0,86; p=0,031). Из шести выявленных в совокупности видов-энтеробактерий ни один не достиг индивидуальной статистической значимости в связи с единичными частотами. Klebsiella pneumoniae встречалась у 2 (2,0%) пациентов основной группы против 2 (6,7%) контрольной (ОШ=0,29; 95% ДИ 0,04–2,12; p=0,228); Klebsiella aerogenes – у 1 (1,0%) против 2 (6,7%; ОШ=0,14; 95% ДИ 0,01–1,62; p=0,133); Klebsiella variicola не встречалась в основной группе, выявлена у 1 (3,3%) представителя контрольной группы (p=0,231); Enterobacter cloacae – по 1 случаю в каждой группе (1,0% против 3,3%; ОШ=0,29; 95% ДИ 0,02–4,83; p=0,410); Citrobacter koseri обнаружен у 1 (1,0%) пациента только в основной группе; Pantoea septica – также у 1 (1,0%) пациента только в основной группе.

Коринебактерии. Носительство коринебактерий демонстрировало противоположную, хотя и статистически не подтвержденную, тенденцию к увеличению в основной группе (11,0% против 3,3%; ОШ=3,58; 95% ДИ 0,44–28,97; p=0,294). Corynebacterium propinquum был выделен у 6 (6,0%) пациентов основной группы и не обнаружен ни у одного из представителей контрольной группы (точный критерий Фишера, p=0,335). Corynebacterium pseudodiphtheriticum встречался у 5 (5,0%) пациентов основной группы и у 1 (3,3%) контрольной (ОШ=1,53; 95% ДИ 0,17–13,60; p=1,000).

Прочие микроорганизмы. Плесневые грибы выявлялись реже в основной группе (1,0% против 6,7%; ОШ=0,14; 95% ДИ 0,01–1,62; p=0,133). Micrococcus luteus и Neisseria mucosa зарегистрированы по одному случаю исключительно в основной группе; единичные частоты не подлежат статистической оценке.

При наличии нулевой ячейки ОШ не рассчитывалось; скорректированное по Холдейну ОШ для информации: S. warneri – 0,92 (0,04–23,16), S. haemolyticus – 1,55 (0,07–33,13), Klebsiella variicola – 0,10 (0,00–2,47), Citrobacter koseri – 0,92 (0,04–23,16), Pantoea septica – 0,92 (0,04–23,16), Micrococcus luteus – 0,92 (0,04–23,16), Neisseria mucosa – 0,92 (0,04–23,16), C. рropinquum – 4,20 (0,23–76,66).

Распределение обследованных по упорядоченным уровням роста (от «рост нет» до 10? КОЕ/мл) было смещено в сторону более низких категорий у пациентов основной группы на всех четырех селективных средах (табл. 3). На кровяном агаре сравнение упорядоченных распределений критерием Манна – Уитни дало p<0,001 (U=703,0); на ЖСА – p<0,001 (U=859,0); на среде Эндо – p=0,008; на среде Сабуро – p=0,012. Доля диагностически значимого роста (≥10? КОЕ/мл) на кровяном агаре была почти в три раза ниже в основной группе (23,0% против 60,0%; ОШ=0,20; 95% ДИ 0,08–0,47; p<0,001), на ЖСА – также почти в три раза ниже (14,0% против 40,0%; ОШ=0,24; 95% ДИ 0,10–0,61; p=0,004).

Таким образом, сопоставительный анализ выявил единый однонаправленный паттерн межгрупповых различий: у пациентов основной группы с тяжелой бронхиальной астмой по сравнению с контрольной группой статистически значимо реже регистрировался диагностически значимый рост на двух основных селективных средах, ниже было носительство доминирующего комменсала S. epidermidis и суммарное носительство энтеробактерий, а на уровне тенденции – суммарное носительство стафилококков и двухвидовое носительство. При этом частота носительства S. aureus оставалась сопоставимой между группами, а носительство коринебактерий демонстрировало противоположную, хотя статистически не подтвержденную, тенденцию к увеличению в основной группе.

Результаты настоящего сопоставительного анализа демонстрируют целостный, однонаправленный паттерн межгрупповых различий: у пациентов основной группы с тяжелой бронхиальной астмой по сравнению с практически здоровыми лицами контрольной группы микробиота верхних дыхательных путей оказалась обедненной как по частоте выявления роста, так и по его количественной плотности, а видовой состав сместился в сторону сокращения доминирующего комменсала на фоне сохранения условно-патогенного компонента. Совокупность этих наблюдений вписывается в широко описанную в современной литературе концепцию микробиотического дисбиоза дыхательных путей как самостоятельного патогенетического фактора, ассоциированного с тяжестью течения бронхиальной астмы [10], и не требует постулирования качественно новых механизмов для своей интерпретации.

Наиболее выраженным качественным сдвигом видового состава явилось двукратное сокращение шансов носительства Staphylococcus epidermidis в основной группе. Этот вид является ключевым резидентным комменсалом назальной экосистемы, формирующим ее структурный и иммунологический «фундамент» [20]. Возможное объяснение его обеднения связано с неселективным супрессивным действием длительной ингаляционной и системной глюкокортикостероидной терапии – обязательного компонента базисного лечения тяжелой астмы – на резидентную комменсальную флору, при относительной устойчивости к этому воздействию условно-патогенных видов той же экологической ниши [3]. Альтернативным или дополняющим механизмом может служить вторичное нарушение бактериоцинового антагонизма: серин-протеаза Esp, продуцируемая S. epidermidis, подавляет колонизацию и биопленкообразование S. aureus, и ослабление этой функции способно нарушать экологический баланс ниши [11].

Сохранение частоты носительства S. aureus на уровне, сопоставимом с контрольной группой, на фоне выраженного сокращения S. epidermidis формирует биологически содержательный диссонанс. По существу, речь идет об относительном «освобождении» назальной ниши от комменсального антагониста при неизменной плотности условно-патогенного представителя того же рода [14, 15]. Клиническая значимость этого наблюдения подтверждается данными мета-анализов о связи назального носительства S. aureus с обострениями и тяжестью бронхиальной астмы у взрослых [13], а также сведениями о патогенетической роли стафилококковых энтеротоксинов и клинической релевантности этого носительства при позднем дебюте астмы [12, 25].

Численное, хотя и не достигшее статистической значимости при имеющемся объеме выборок, расширение коринебактериальной ниши в основной группе допускает интерпретацию в рамках представления о компенсаторном перераспределении назальной микробиоты на фоне подавления комменсальной стафилококковой флоры. Показано, что коринебактерии способны сдвигать S. aureus в сторону комменсального фенотипа экспрессии генов вирулентности [22] и эксплуатировать его факторы вирулентности в рамках оригинальной полимикробной защитной стратегии [8]. Это наблюдение требует подтверждения на более крупных выборках и не может рассматриваться как установленный факт в рамках настоящего пилотного анализа.

Наиболее трудно интерпретируемым результатом является направленное и статистически значимое сокращение суммарного носительства энтеробактерий в основной группе. На первый взгляд этот результат парадоксален: при дисбиотическом ослаблении комменсальной флоры можно было бы ожидать встречного расширения ниши условно-патогенными представителями. Среди возможных объяснений, не получивших в настоящем исследовании прямого подтверждения, рассматриваются структурное возрастное несоответствие групп, систематические различия в анамнезе антибактериальной терапии у пациентов с тяжелой астмой (получающих повторные курсы по поводу инфекционных обострений) и ограниченный объем контрольной подвыборки (n=30), при котором единичные эпизоды способны существенно смещать оценки. Разграничить эти альтернативы в рамках данного дизайна не представляется возможным.

Существенным методологическим ограничением исследования является структурная несопоставимость групп по возрасту медиана 53 года в основной группе против 22 лет в контрольной; диапазоны 6–79 и 20–40 лет соответственно, обусловленная клинико-эпидемиологическими особенностями формирования выборок, а не целенаправленным дизайном. Это ограничивает возможность строгого разграничения вклада собственно заболевания и сопутствующего возрастного фактора в наблюдаемые межгрупповые различия и требует осторожности при содержательной интерпретации отдельных находок, в особенности энтеробактериального компонента. Дополнительными ограничениями являются относительно небольшой объем контрольной подвыборки, культуральный подход к характеристике микробиоты и относительное обилие сообщества, оправданное пилотным характером анализа.

Несмотря на указанные ограничения, выявленный комплекс направленных различий – снижение микробиотического обилия, обеднение видового состава с потерей доминирующего комменсала и сохранением условно-патогенного компонента – согласуется с современными представлениями о связи микробиотического профиля верхних дыхательных путей с воспалительным фенотипом и тяжестью течения бронхиальной астмы [24] и с описанной в литературе перестройкой «длинного хвоста» назальной микробиоты при хронических заболеваниях бронхолегочной системы [17].

Проведенный сопоставительный анализ микробиотического профиля носоглотки у пациентов с тяжелой бронхиальной астмой и практически здоровых лиц контрольной группы выявил статистически значимые признаки дисбиоза, ассоциированного с заболеванием: снижение частоты и плотности колонизации, сокращение носительства Staphylococcus epidermidis и энтеробактерий при сохранении неизменного уровня Staphylococcus aureus. Эти данные подтверждают, что нарушения резидентной микробиоты верхних дыхательных путей сопровождают тяжелое течение бронхиальной астмы и могут вносить вклад в ее патогенез через ослабление защитных комменсальных механизмов на фоне персистенции условно-патогенной флоры.

Полученные результаты обосновывают целесообразность включения микробиологического мониторинга носоглотки в комплексное обследование пациентов с тяжелой бронхиальной астмой как дополнительного инструмента оценки фенотипа заболевания и контроля антибиотикорезистентности. Выявленные закономерности, в частности дилемма «утраченный комменсал – персистирующий патоген» и парадоксальное снижение энтеробактериального носительства, требуют дальнейшего изучения на более крупных, возрастно-сопоставимых выборках с использованием метагеномных методов и продольного дизайна, что позволит уточнить причинно-следственные связи между микробиотическим дисбиозом и тяжестью клинического течения астмы.

 

 

1. Bassis C.M., Erb-Downward J.R., Dickson R.P., et al. // mBio. – 2015. – Vol.6, N2. – Art.e00037-15

2. Charlson E.S., Bittinger K., Haas A.R., et al. // American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. – 2011. – Vol.184, N8. – P.957–963.

3. Denner D.R., Sangwan N., Becker J.B., et al. // Microbiome. – 2016. – Vol.4. – Art. N7

4. Dickson R.P., Erb-Downward J.R., Martinez F.J., Huffnagle G.B. // Annual Review of Physiology. – 2016. – Vol.78. – P.481–504.

5. European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST). Clinical Breakpoint Tables for Interpretation of MICs and Zone Diameters, Version.

6. Fazlollahi M., Lee T.D., Andrade J., et al. // Journal of Allergy and Clinical Immunology. – 2018. – Vol.142, N3. – P.834–843.

7. Global Initiative for Asthma. Global Strategy for Asthma Management and Prevention, 2024 Update. – Fontana (WI): GINA, 2024.

8. Hardy B.L., Dickey S.W., Plaut R.D., et al. // mBio. – 2019. – Vol.10, N1. – Art.e02491-18.

9. Henderson T., Cesar J., Bhinderwala F., et al.  // BMJ Open Respiratory Research. – 2021. – Vol.8, N1. – Art.e000911.

10. Huang Y.J., Nariya S., Harris J.M., et al. // Journal of Allergy and Clinical Immunology. – 2015. – Vol.136, N4. – P.874–884.

11. Iwase T., Uehara Y., Shinji H., et al. // Nature. – 2010. – Vol.465, N7296. – P.346–349.

12. Jorde I., Schreiber J., Stegemann-Koniszewski S. // International Journal of Molecular Sciences. – 2022. – Vol.24. – P.654.

13. Kim Y.C., et al. // Journal of Allergy and Clinical Immunology: In Practice. – 2019. – Vol.7. – P.606–615.

14. Krismer B., Weidenmaier C., Zipperer A., Peschel A. // Nature Reviews Microbiology. – 2017. – Vol.15, N11. – P.675–687.

15. Laux C., Peschel A., Krismer B. // Microbiology Spectrum. – 2019. – Vol.7, N2. – Art.GPP3-0029-2018.

16. Liu J., Du Y., He X., et al. // Microbiology Spectrum. – 2020. – Vol.8, N6. – Art.00008-20.

17. Losol P., Choi J.P., Kim S.H., Chang Y.S. // Immune Network. – 2021. – Vol.21. – Art.e19.

18. Man W.H., de Steenhuijsen Piters W.A.A., Bogaert D. // Nature Reviews Microbiology. – 2017. – Vol.15, N5. – P.259–270.

19. Marsland B.J., Gollwitzer E.S. // Nature Reviews Immunology. – 2014. – Vol.14, N12. – P.827–835.

20. Otto M. // Nature Reviews Microbiology. – 2009. – Vol.7, N8. – P.555–567.

21. Patel R. // Clinical Chemistry. – 2015. – Vol.61, N1. – P.100–111.

22. Ramsey M.M., Freire M.O., Gabrilska R.A., et al. // Frontiers in Microbiology. – 2016. – Vol.7. – Art.1230.

23. Reddel H.K., Bacharier L.B., Bateman E.D., et al. // European Respiratory Journal. – 2022. – Vol.59, N1. – Art.2102730.

24. Taylor S.L., Leong L.E.X., Choo J.M., et al. // Journal of Allergy and Clinical Immunology. – 2018. – Vol.141. – P.94–103.

25. Won H.K., Yoo Y., Lee J., et al. // Lung. – 2023. – Vol.201.

26. World Medical Association. Declaration of Helsinki – Ethical Principles for Medical Research Involving Human Subjects. – Fortaleza: WMA, 2013.

27. Zhang C., Rodrigues C. // Indian Journal of Medical Microbiology. – 2020. – Vol.38, N1. – P.10–18.

__________________________________________________________________________________

Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Форма участия авторов в работе: все авторы сделали эквивалентный вклад в подготовку публикации.

__________________________________________________________________________________