Внимание! Статья адресована врачам-специалистам

Bovbel I.E.

Belarusian State Medical University, Minsk

Intestinal microbiota and use of probiotics in pediatric practice

Резюме. Представлены современные данные о составе, становлении и роли кишечной микробиоты. Показана взаимосвязь между изменениями микробиоты кишечника и формированием различных форм патологии. Приведены данные об эффективности профилактического и лечебного действия пробиотических штаммов, наиболее часто используемых в практике педиатра.

Ключевые слова: микробиота, кишечник, дети, пробиотики, лактобактерии, бифидобактерии, L. rhamnosus GG, B. lactis BB12, L. acidophilus LA-5.

Медицинские новости. – 2017. – №2. – С. 25–31.

Summary. The article presents modern data on composition, formation and the role of intestinal microbiota. The significant of changes of intestinal microbiota in formation of pathology is shown. The data of efficiency clinical use of probiotics in pediatric practice to prevent and treat various pathologies are presentеd.

Keywords: microbiota, intestinal, children, probiotics, lactobacteria, bifidobacteria, L. rhamnosus GG, B. lactis BB12, L. acidophilus LA-5.

Meditsinskie novosti. – 2017. – N2. – P. 25–31.

 

Микробиота кишечника человека является эволюционно сложившимся сообществом микроорганизмов и функционирует как сбалансированная микроэкологическая система. Результаты молекулярно-генетических исследований, проведенных в ходе реализации международного проекта «Human Microbiome Project», свидетельствуют о том, что в составе кишечной микробиоты количество клеток и генов в 10 и 150 раз больше в сравнении с их общим количеством в организме [52, 63, 75]. Симбионтная кишечная микрофлора находится в динамическом равновесии, формирует микробные ассоциации, занимающие определенную экологическую нишу, и относится к важнейшим факторам, влияющим на здоровье человека [1, 2, 6, 12, 38, 62, 64].

Состав микробиты кишечника. Популяционный состав и численность микроорганизмов варьирует на протяжении пищеварительного тракта, поскольку разные его отделы отличаются по условиям рН, скорости прохождения химуса, доступности нутриентов, окислительно-восстановительному потенциалу и т.д. [4, 12]. В рамках желудочно-кишечного тракта (ЖКТ) биотоп делится на ярусы – отделы и микробиотопы: полостной, пристеночный, эпителиальный. Относительно стабильный количественный и видовой состав полостных микроорганизмов на определенном ярусе поддерживается механизмами аутостабилизации. В желудке мукозная микрофлора представлена в основном кислотоустойчивыми бактериями родов Lactobacillus (L. gastricus, L. antri, L. kalixensis, L. ultenensis), Stomatococcus и Sarcina, в небольшом количестве выявляются Staphylococcus, Streptocoсcus, Candida и др. Персистирующее на желудочном эпителии различные штаммы Helicobacter pylori, Helicobacter heilmanni в зависимости от генетических характеристик могут выступать не только в роли патогенов, но вести себя как симбионты. При анализе генетико-микробиологических параллелей между наиболее значимыми факторами патогенности Н. pylori установлено, что наряду с колонизацией слизистой оболочки желудка, агрессивные свойства этого микроорганизма в значительной степени детерминированы и являются производными от состояния кишечной микробиоты (табл. 1). Разнообразие проявлений хеликобактерной инфекции позволяет рассматривать Н. pylori-ассоциированные заболевания, как результат взаимодействия организма хозяина (фенотип, генотип, иммунитет) и микроорганизма (факторы патогенности и вирулентности) [16].

В двенадцатиперстной кишке количество микроорганизмов не превышает 10⁴–10⁵ клеток на 1 мл содержимого, видовой состав представлен лактобактериями, бифидобактериями, бактероидами, энтерококками, дрожжеподобными грибами. В тощей кишке бактерий содержится 10⁴ КОЕ/мл, в дистальном отделе подвздошной – до 10⁵–10⁸ КОЕ/м (в основном это представители семейств Enterobacteriacae, Lactobacillus, Bifidobacterium, Enterococcum, Velionella, Bacteroides, Clostridium) [12]. Поддержание «микробного равновесия» в тонкой кишке достигается нормацидностью желудочного содержимого, кишечной перистальтикой, бактерицидными свойствами желчи, целостностью щеточной каемки энтероцитов, нормальной функцией илеоцекального клапана.

Микробиота толстой кишки является самой многочисленной и составляет 60% всей микробиоты организма. Общая биомасса микробных клеток соответствует 10^10–13 КОЕ/г кишечного содержимого и представлена более 1000 видов. Пристеночные микроорганизмы фиксированы на эпителиоцитах с образованием микроколоний, защищенных от внешних воздействий биопленкой, что обусловливает колонизационную резистентность биотопа. Пристеночной (мукозной) микробиоты в 6 раз больше, чем внутрипросветной. Между ними происходит постоянный обмен микроорганизмами, в результате чего формируется индивидуальный вариант микробиоты [15].

 

Таблица 1. Зависимость между изменениями микробиоценоза кишечника и наличием факторов риска патогенности Н. pylori

 

Кишечная микробиота обладает относительной стабильностью за счет набора индигенных штаммов, в значительной степени определенных генетически [50]. Предполагается, что вариации микрофлоры на видовом уровне происходят непрерывно, в то время как типовой состав относительно постоянен. В огромном разнообразии видов микроорганизмов кишечника доминируют представители двух крупных микробных сообществ – Firmicutes и Bacteroidetes (более 90% кишечных бактерий), в то время как на долю семейства Actinobacteria приходится 2–25%, Proteobacteria и Verrumicrobia – 1–2%. Представители Lactobacillus и Bifidobacterium составляют весьма небольшую часть общей микробной популяции [44]. Род лактобацилл представлен L. acidophilus, L. casei, L. plantarium, L. fermentum, L. salivarius, L. rhamnosus, L. reuteriи др., бифидобактерий – B. bifidum, B. longum, B. adolescentis, B. infantis. Ранее по составу микробных ассоциаций микрофлору ЖКТ было принято делить на облигатную (индигенную), сопутствующую и факультативную (условно-патогенную). К облигатной относили микроорганизмы рода Bifidobacterium и Bacteroides, к сопутствующей – Lactobacillus, Escherichia и Enterococcus. Условно-патогенную микрофлору представляли Staphylococcus, Proteus, Klebsiella, Clostridium, дрожжи (Saccharomycetes), аэробные Bacillus и другие микроорганизмы [4, 5, 12]. Однако в настоящее время такой подход к классификации микробиоценоза кишечника устарел.

M. Arumugam и cоавт. (2011) выделил три энтеротипа кишечной микробиоты, каждый из которых включает множество видов бактерий и формируется вне зависимости от этнической, расовой принадлежности, пола, возраста, индекса массы тела (ИМТ). Исследователи объединили популяции бактерий в кластеры, названные согласно доминирующим в них родам:Bacteroides, Prevotellaи Ruminococcus [24]. У людей, относящихся к первому энтеротипу, преобладают Bacteriodes, ко второму и третьему – Prevotella и Ruminococcus соответственно. Энтеротип-1 содержит значительную долю бактерий, обладающих широким сахаролитическим потенциалом, используя гликолиз и пентозофосфатный путь – Lactobacillus, Bifidobacterium, Slackia, Geobacter и др., а также участвующих в ферментации протеиновProteus, Clostridium, Escherichia. Важной функцией Bacteriodes является выработка короткоцепочных жирных кислот (КЦЖК), участие в синтезе витаминов C, В₁, В₂, В₅, В₇, В_12, В_с. МикроорганизмыродаPrevotella (Staphylococcus, Helicobacter, Escherichia/Shigella, Veillonella и др.) получают энергию при биодеградации муцинов и гликопротеидов слизи.Prevotella в процессе жизнедеятельности разрушают защитный слизистый покров, что, вероятно, предрасполагает к образованию дефектов слизистой оболочки ЖКТ. Для энтеротипа-3 – Ruminococcus – характерно повышенное содержание Ruminococcus, Akkermansia, Dialisterи др., которые играют ключевую роль в высвобождении энергии из крахмала, также способны разлагать муцины и расщеплять целлюлозу. Ruminococcus улучшают всасывание углеводов и повышают уровень глюкозы в крови. Считается, что кластеризация в энтеротипы происходит в зависимости от пищевых предпочтений, а их функциональные различия показывают важность синергического взаимодействия с организмом хозяина. Предполагается, что определение принадлежности человека к энтеротипу в дальнейшем позволит прогнозировать особенности обмена веществ, а также предрасположенность к определенным заболеваниям [24]. Таким образом, несмотря на стабильность микробиоты, определенную генетически, факторы, влияющие на макроорганизм, в том числе и питание, могут вызывать те или иные колебания в ее составе. Очевидно, что не численность, а состав и соотношение видов микроорганизмов играют решающую роль в системе «микробиота – макроорганизм».

Роль кишечной микробиоты. Функции кишечной микробиоты многообразны и зависят от ее отдела. Суммируя основные, можно выделить: защитную, метаболическую, детоксикационную, иммунную, пищеварительную, генетическую. Микробиота тонкой кишки участвует в иммунных реакциях, метаболизме глюкозы, обеспечении регенерации слизистой оболочки и системного гомеостаза. Бактерии толстого кишечника ферментируют нерасщепляемые олигосахариды, осуществляют метаболизм лекарственных средств и ксенобиотиков, уничтожают канцерогены и мутагенные метаболиты, регулируют теплообмен, что позволяет рассматривать микробиоту толстого кишечника, как центральный «биореактор» пищеварительной системы [9, 62]. Образованные микроорганизмами бактериостатические низкомолекулярные метаболиты, в том числе короткоцепочные жирные кислоты (КЦЖК), газы, оксикислоты и др. блокируют рецепторы эпителиоцитов, предотвращая адгезию потенциально патогенных бактерий к эпителию [36]. Уксусная, пропионовая и масляная кислоты синтезируются при ферментации углеводов анаэробными бактериями. Источниками для образования жирных кислот (изобутират, изовалерат) являются также аминокислоты. КЦЖК вносят значимый вклад в обеспечение макроорганизма энергией, покрывая на 5–10% его энергетические затраты [2]. Каждая из КЦЖК образуется при ферментации субстрата бактериями определенного вида, что позволяет судить о функциональной активности конкретных представителей кишечной микрофлоры (табл. 2) [16].

 

Таблица 2. Метаболические эффекты короткоцепочных жирных кислот, синтезируемых эндосимбионтной флорой

 

Индигенные бактерии кишечника участвуют в деградации бактериальных токсинов, деконъюгации желчных кислот, продуцируют антимикробные вещества семейства бактерицинов [2, 6, 12].

Ключевую роль в процессах ферментативного гидролиза нерасщепленных белков, жиров и углеводов играют бактерии, принадлежащие к семействам Bacteroides и Bifidobacterium. У новорожденных и детей грудного возраста микрофлора кишечника облегчает деполимеризацию казеина, синтезируя фосфопротеинфосфатазу, а также способствует утилизации молочного сахара, подвергая его расщеплению b-галактозидазой. Образующиеся при бактериальном гидролизе КЦЖК конечные продукты распада белков и аминокислот (индол, скатол, фенол) активизируют пропульсивную активность ЖКТ [2]. Значимость метаболической активности эндосимбионтных микробных популяций определяется участием в водно-солевом обмене (стимуляция всасывания воды и электролитов), рециркуляции стероидов, продукции биологически активных соединений (аминокислот – аргинина и глутамина, витаминов). Микробиота пищеварительного тракта участвует в обмене микроэлементов, Enterobacteraerogenes, Proteusvulgarisetmirabilis, Сitrobacter, Klebsiellapneumoniae, Eschirichiacoli, Candida albicans могут аккумулировать на своей поверхности большое количество ионов кальция вплоть до образования кристаллов. Молочная и уксусная кислоты способствуют усилению процессов всасывания в кишечнике ионов кальция, железа, витамина D. Деконъюгация солей желчных кислот бифидо- и лактобактериями и перевод их в труднорастворимые формы, акцептирующие в толстой кишке, определяет гипохолестеринемический эффект микробиоты. Некоторые виды лактобактерий в анаэробных условиях участвуют в метаболизме оксалатов и приводят к снижению их экскреции с мочой [21, 57].

Индигенная кишечная микрофлора (прежде всего, лакто- и бифидобактерии), ассоциированная с GALT- и MALT-системами ЖКТ, обладает высокими иммуногенными свойствами. Резидентные бактерии модулируют реакции не только местного, но и системного иммунного ответа. Lactobacillus и Bifidobacterium стимулируют синтез sIgA, продукцию цитокинов и интерферона колоноцитами, активирует созревание системы фагоцитирующих мононуклеаров, повышает содержание комплемента и пропердина, активность лизоцима. Показана также иммуномодулирующая активность микробиоты кишечника при формировании оральной толерантности: микроорганизмы, взаимодействуя с PRP-рецепторами антигенпредставляющих клеток, обеспечивают баланс цитокинов на слизистых оболочках [20, 55]. Микробные метаболиты и их медиаторы способны модулировать пролиферацию, дифференцировку, апоптоз и метаболические реакции эукариотических клеток [37].

Генетическая функция микробиоты кишечника рассматривается как своего рода «генетический банк» – хранилище микробных, плазмидных и хромосомных генов, обеспечивающий поддержание стабильности микробных сообществ и обмен генетическим материалом с клетками человека. В результате такого обмена микроорганизмы приобретают рецепторы и другие антигены клеток хозяина, что делает их «своими» для иммунной системы и определяет относительную стабильность индигенной флоры каждого человека [6, 20, 48].

Таким образом, в поддержании гомео-стаза кишечная микробиота не уступает любому другому жизненно важному органу, а особенности состава микробиоты могут приводить к значительным отклонениям в здоровье человека [1, 5, 12, 21, 42].

Формирование микробиоценоза кишечника. В настоящее время установлено, что становление и развитие микробиоты кишечника начинается еще у плода. Бактерии присутствуют в амниотической жидкости in utero у здоровых новорожденных за счет бактериальной транслокации, но число и разнообразие микроорганизмов еще достаточно низкие. Плацентарный микробиом представлен бактериями пяти основных типов: Firmicutes, Tenericutes, Proteobacteria, BacteroidetesиFusobacteria [22]. Наличие микробной рибосомальной РНК (рРНК) в меконии доношенных и недоношенных детей, а также липополисахаридов бактерий в пуповинной крови новорожденных подтверждают тот факт, что кишечник младенца заселяется еще до рождения [3, 23, 44, 53].

На формирование кишечной микробиоты оказывает влияние множество разных факторов: флора биотопов матери, условия и способы ведения родов, характер вскармливания [7, 11]. Последние исследования открыли новые данные о формировании микробиоты грудного молока, количество бактерий в которой составляет 10³–10⁴ КОЕ/мл [51]. Показано, что особенности материнского фенотипа и способ родоразрешения могут влиять на состав и разнообразие микроорганизмов в грудном молоке и, следовательно, на микробную колонизацию ЖКТ ребенка. В исследовании R. Cabrera-Rubio и соавт. (2012) изучалась микробиота грудного молока в три временные точки периода лактации у матерей, имевших различия в ИМТ, увеличении веса во время беременности, а также в способе родоразрешения. Выявлена взаимосвязь ИМТ матери и состава микробиоты грудного молока. Так, молозиво и грудное молоко в течение первого месяца лактации у женщин, страдающих ожирением, содержит меньшее разнообразие видов бактерий, увеличение количества представителей рода Staphylococcus (в том числе золотистого стафилококка), чем у матерей с нормальным весом. Установлена достоверная прямая корреляция между ИМТ женщины, прибавкой веса во время беременности и увеличением количества бактероидов, клостридий, стафилококков и уменьшения бифидобактерий в кишечной микробиоте новорожденного. Выраженные различия в таксономическом составе бактерий грудного молока были обнаружены у матерей, родивших естественным родовым путем, по сравнению с женщинами, перенесшими кесарево сечение. Матери после оперативных родов имели значимое изменение микрофлоры грудного молока с уменьшением количества Leuconostocaceae и повышенным числом Carnobacteriaceae по сравнению с женщинами, родившими естественным путем [29].

Большинство исследований убедительно подтверждают роль грудного вскармливания в становлении оптимального микробиоценоза у младенца [8, 9, 27, 52]. Было показано, что дети на естественном вскармливании имеют в составе кишечной микробиоты почти в два раза больше бактериальных клеток с преобладанием бифидофлоры (Bifidobacterium breve, Bifidobacterium bifidum, Bifidobacterium longum), чем сверстники, получающие молочные смеси. При искусственном вскармливании снижается бактериальное разнообразие микробиоты, увеличивается представительство С. difficile, Atopobium и Bacteroides на фоне снижения Bifidobacterium [8, 27]. Полагают, что особенности в колонизации кишечника у детей при естественном вскармливании могут быть обусловлены наличием в грудном молоке собственного богатого микробиома и олигосахаридов, которые выборочно стимулируют рост и/или активность Bifidobacterium и Lactobacillus. J.E. Koenig и соавт. (2011) было показано, что для микробиома ребенка первых месяцев жизни характерны гены, отвечающие за усвоение лактата, а после введения прикорма появляются гены, связанные с утилизацией углеводов, биосинтезом витаминов и деградацией ксенобиотиков. Помимо этого, в кишечной микробиоте отмечается устойчивый рост Bacteroides, повышается уровень фекальных КЦЖК, появляются микробные сообщества, характерные для взрослого [47]. Негативное воздействие на колонизацию кишечника микробами-симбионтами оказывает антибактериальная терапия, получаемая матерью и/или ребенком. Нарушения формирования микробиоты у детей раннего возраста приобретают особое значение, поскольку воздействия в критические периоды онтогенеза создают предпосылки для отсроченной патологии, связанной прежде всего с нарушениями созревания иммунной системы кишечника [49]. Установлено, что снижение разнообразия микробиоты в раннем детстве повышает риск атопии, а также способствует нарушениям метаболического программирования через срыв регуляции роста эпителиоцитов [58, 59, 80]. Изучение особенностей кишечной микробиоты показало, что формирование ее более или менее устойчивого состава происходит примерно к 3 годам жизни ребенка [79].

Нарушения состава микробиоты кишечника. В то время как молекулярно-генетические технологии позволили получить новые представления о числе, генетической неоднородности и сложности бактериальных компонентов микробиоты кишечника, клинические исследования показали значимость ее взаимодействий с организмом в формировании различных форм патологии [52, 54, 56–58, 61]. Изменение состава микробиоты кишечника имеет патогенетическое значение в развитии функциональных нарушений органов пищеварения [30, 55]. Наряду с продукцией метаболитов, стимулирующих пропульсивную активность ЖКТ, кишечные бактерии вырабатывает ротрансмиттеры, которые влияют на энтериновую систему и тем самым изменяют порог висцеральной чувствительности. Исследование, проведенное J.H. Roads и соавт. (2009), показало, что у детей с кишечными коликами уровень кальпротектина более чем в 2 раза выше, чем в контрольной группе. С помощью молекулярно-генетических методов авторы установили, что у младенцев, страдающих коликами, в составе кишечной микробиоты отмечается снижение количества лактобацилл, увеличение числа грамотрицательных (культивируемых) бактерий, в том числе Escherichia coli, Klebsiella и др. [66].

По результатам ряда работ отмечается корреляция между развитием минимального воспаления в слизистой оболочке и симптоматикой синдрома раздраженного кишечника, что указывает на возможную роль дисрегуляторных нарушений и изменение состава микробиоты [26]. Изменения в составе микробиоты ассоциированы также с воспалительными заболеваниями кишечника, в частности, выявляется снижение количества видов C. coccoides и C. leptum [60]. В другом исследовании M. Joossens и соавт. (2011) показал, что при болезни Крона наблюдалось уменьшение количества C. leptum и группы C. coccoides (включая E. rectale) наряду с увеличением от 5 до 10 раз содержания E. rectale, R. albus, R. callidus, R. bromii, F. Prausnitzii [39].

Показано, что изменения состава микробиоценоза кишечника и уменьшение видового разнообразия микроорганизмов повышают риск развития атопии. У пациентов с атопическим дерматитом (АтД) происходит замена состава нормальной микробиоты на смешанные полимикробные биопленки, содержащие полирезистентные штаммы стафилококка, энтеробактера. клебсиеллы, эшерихии, псевдомонаса, ацинетобактера и др. На фоне снижения количества бифидо- и латобактерий повышается проницаемость эпителиального барьера кишечника для макромолекул пищи, возникает дефицит sIgA, усиливается пищевая сенсибилизация, что способствует развитию аллергических реакций по IgE-зависимому типу [58]. Ряд исследователей считает, что кишечная микробиота каждого человека имеет свою метаболическую активность и изменения ее состава могут служить предрасполагающими факторами к развитию ожирения, сахарного диабета, в том числе у детей [41, 69].

Пробиотики в поддержании и восстановлении баланса микробиоценоза кишечника. Средства, направленные на поддержание и восстановление баланса микробиоты кишечника, в настоящее время включают: препараты на основе пробиотических штаммовм, метаболиты пробиотических бактерий, продукты функционального питания. Перспективное направление – создание пробиотических бактерий с клонированными антигенами. Пробиотики, согласно определению Всемирной гастроэнтерологической организации (WGO), – это живые микроорганизмы, которые при использовании в адекватных количествах оказывают положительный эффект на здоровье макроорганизма [78].

Термин «пробиотики» в настоящее время применяют преимущественно для обозначения лекарственных средств или биологически активных добавок к пище, содержащих полезные штаммы нормальной микрофлоры человека (табл. 3).

 

Таблица 3. Возможные области клинического применения пробиотиков [67]

 

Требования, которым должны соответствовать пробиотические штаммы:

– жизнеспособность при прохождении через ЖКТ (устойчивость к действию соляной и желчных кислот, панкреатических ферментов);

– способность к адгезии эпителия слизистой оболочки кишечника;

– возможность колонизации кишечника или соответствующего органа-мишени;

– антагонистическая активность по отношению к патогенным и условно-патогенным микроорганизмам;

– безопасность применения у человека (стабильные генетические характеристики, в частности, не содержать R-плазмид – внехромосомных генетических элементов, детерминирующих множественную устойчивость к антибиотикам);

– клинически доказанная польза для здоровья[31, 35].

Показано, что использование пробиотиков у детей раннего возраста возможно только при соблюдении ряда требований, предъявляемых к «штаммам-кандидатам». Важнейшими из них по причине незрелости защитного барьера слизистой оболочки ЖКТ у младенцев является безопасность [6]. Применяемые у детей пробиотические штаммы микроорганизмов должны быть типичными для данной возрастной группы.

Выделяют основные механизмы положительных эффектов пробиотиков, которые осуществляются на разных уровнях воздействия. Первый уровень (люминальный эффект) – влияние в просвете кишечника: конкурентное ингибирование адгезии патогенов; антимикробная активность (продукция органических кислот, бактерицидных веществ, снижение рН кишечного содержимого). Второй уровень (эпителиальный эффект): синтез муцина; повышение барьерной функции путем укрепления межклеточных соединений; повышение продукции секреторного IgA (sIgA). Третий уровень (иммунный эффект): увеличение синтеза противовоспалительных цитокинов (ФНО-?, ИФН-?, ИЛ-12, ИЛ-4, ИЛ- 10); стимуляция врожденного иммунитета; модулирование функций дендритных клеток и моноцитов [13, 19, 67].

Накопленные в настоящее время данные свидетельствуют, что эффекты пробиотиков, как правило, штаммозависимы даже в пределах одного вида (табл. 4). Различные штаммы отличаются по своим свойствам – L. casei стимулирует синтез ИЛ-12, ФНО-?, L. rhamnosus GG повышает продукцию ИЛ-10 и снижает концентрацию ФНО-? у детей с АтД и аллергией к коровьему молоку, B. longum уменьшает синтез IgE. Например, к пробиотическим штаммам с доказанной эффективностью относятся BifidobacteriumlactisBB12, BifidobacteriumlongumBB 536, LactobacillusrhamnosusATCC53103 (LGG), LactobacilluscaseiDN-11400, S. boulardii. Так, штаммы L. rhamnosus GG, B. lactis, L. acidophilus, L. plantarum, L. johnsonil обладают уровнем доказательности А при лечении и профилактике аллергии; штаммы L. rhamnosus GG, L. reuteri, S. boulardii, L. casei – уровнем доказательности А при лечении инфекционной диареи у детей; B. infantis – уровнем доказательности B, а B. animalis и L. plantarum – уровнем доказательности C при лечении детей с синдромом раздраженного кишечника [35]. Соответственно, не корректно говорить об эффективности пробиотиков вообще, а необходимо проведение доказательных исследований по биологическим и клиническим эффектам каждого определенного штамма [6, 65]. Другой вопрос, который возникает при назначении пробиотика, – оптимальная доза. Рядом работ было показано, что минимальной, способной осуществлять значимое действие, может считаться доза не менее 10⁷ КОЕ/сутки, а при ряде патологических состояний и заболеваний – не менее 10⁹ КОЕ/сутки [78].

 

Таблица 4. Некоторые виды и штаммы микроорганизмов, входящих в состав современных пробиотиков (Корниенко Е.А., 2007 с дополн.)

Род	Вид	Штаммы
Lactobacillus	L. acidophilus	L. acidophilus LA-5, L. acidophilus 100аш, L. acidophilus К3Ш24 , L. acidophilus NK1, L. acidophilus NK2
	L. rhamnosus	L. rhamnosus ATCC53103 (LGG)
	L. plantarum	L. plantarum PXN47, L. plantarum 8Р-А3
	L. reuteri
	L. fermentum	L. fermentum KLD, L. fermentum 90Т-С4
	L. lactis
	L. casei	Lactobacillus casei DN-114001 Lactobacillus casei PXN37
	L. bulgaricum
Bifidobacterium	B. longum	B. longum (infantis) BВ536
	B. bifidum
	B. breve	Bifidobacterium breve M-16 V
	B. adolescentis
	B. animalis	B. lactis BВ 12
Streptococcus	S. thermophylus
Enterococcus	E. faecium	Enterococcus SF68
Saccharomyces	S. boulardii
Bacillus	B. clausii
Bacillus	B. subtilis B. cereus B. licheniformis	Bacillus subtilis 534, Bacillus subtilis 2335  B. cereus IP 5832 Bacillus licheniformis 2336

 

В качестве пробиотиков для детей раннего возраста наиболее часто используются хорошо изучение и положительно зарекомендовавшие себя в клинической практике производственные штаммы L. rhamnosusGG, Bifidobacteriumlactis (Bifidobacteriumlactisssp. animalis) BB-12Yи Lactobacillusacidophilus LA-5. В Республике Беларусь зарегистрированы симбиотики «Нормобакт L» и «Нормобакт Юниор», входящие в их состав вышеперечисленные штаммы пробиотиков характеризуются безопасностью, антибиотикорезистеностью, высокой способностью к адгезии эпителия кишечника, устойчивостью к воздействию соляной и желчных кислот. В одном пакетике-саше«Нормобакт L» содержится4´10⁹ КОЕ Lactobacillus rhamnosus ATCC 53103 (LGG), рекомендован младенцам с первого месяца жизни. «Нормобакт Юниор» выпускается в виде жевательных таблеток (Lactobacillusacidophilus10⁹ КОЕ иBifidobacteriumlactisBB-12Y10⁹ КОЕ), может назначаться детям с 3-летнего возраста – симбиотики. Входящий в состав «Нормобакт-L» и «Нормобакт Юниор» пребиотический компонент фруктоолигосахарид (рафтилоза) удлиняет период жизни бактерий, облегчает колонизацию кишечника, способствует формировании защитной биопленки. Как было продемонстрировано в исследовании P. Kirjavainen и соавт., штаммы L. rhamnosusATCC 53103 (LGG) и B. lactis ВВ-12 способны хорошо адгезироваться к кишечному эпителию, что во многом обеспечивает их пробиотические эффекты [46].

Эффективность и безопасность использования пробиотических культур, содержащих LGG, Lactobacillus acidophilusи B. lactis ВВ-12L. rhamnosusATCC 53103 (LGG) на сегодняшний день является наиболее изученным и эффективным пробиотиком в профилактике АтД у детей раннего возраста, острых респираторных, ротавирусной и нозокомиальных инфекций, антибиотик-ассоциированной диареи [10, 17, 18, 25, 40, 45, 64, 68, 70, 72, 73, 76, 77]. при различных нозологических формах, в том числе и в педиатрической практике, доказана в ряде клинических исследований [7, 8, 10, 32, 71, 72]. Штамм

Е. Savilahti и соавт. (2011) была изучена эффективность L. rhamnosusGGи смеси четырех пробиотиков у детей с АтД и аллергией к белкам коровьего молока, при этом более значимое положительное влияние на динамику кожных проявлений АтД оказывало назначение L. rhamnosusGG как монопробиотика. Выраженный эффект был отмечен у детей с IgE-опосредованной формой аллергии по сравнению с нe-IgE-опосредованной [70]. В двойном слепом плацебо-контролируемом исследовании матерей и детей с высоким риском атопии было установлено, что назначение пробиотиков L. rhamnosus GG и B. lactis ВB-12 женщинам во время беременности и кормления грудью на 68% снижает риск развития АтД у ребенка в течение первых 2 лет жизни по сравнению с плацебо (15% и 47% соответственно) [64]. Для клинической практики значимым является тот факт, что использование пробиотиков при беременности и грудном вскармливании с профилактической целью включено в рекомендации по ведению пациентов с АтД, разработанные Американской академией дерматологии (American Academy of Dermatology) [34].

Результаты плацебо-контролируемого исследования, проведенного T. Arvola и соавт. (1999), показали, что применение L. rhamnosusGG с момента начала антибактериальной терапии у детей в возрасте от 2 недель до 13 лет снижает частоту антибиотико-ассоциированной диареи на ~70% по сравнению с плацебо (5% и 16% соответственно) [25]. В одном из исследований детям младше трех лет, посещающим дошкольные образовательные центры, давали молочный продукт, содержащий L. rhamnosusGG, B. lactisВВ 12 и LactobacillusacidophilusLA-5, или плацебо в течение семи месяцев. Эпизоды острых кишечных инфекций в группе, принимавшей комбинации пробиотиков, наблюдались реже, чем в группе, принимавшей плацебо (1,7 против 3,0 дней с симптомами, p=0,02) (Smerud, 2008). Применение пробиотических штаммов L. rhamnosus GG, Bifidobacterium BB-12 показали свою эффективность в уменьшении продолжительности диареи при острых гастроэнтеритах у детей, снижении частоты заболеваемости и бактериальных осложнений респираторных инфекций [10].

При условии кислотоустойчивости штаммов (доказана для L. rhamnosus GG, L. reuteri, L. plantarum, L. acidophilus, L. Gasseri, S. boulardii) пробиотики могут оказывать прямое антагонистическое действие в отношении Н. pylori [14, 28]. Метаанализ 10 рандомизированных исследований, включавших 963 пациента, показал, что пробиотические компоненты в составе стандартной терапии H. pylori способны повышать уровень эрадикации возбудителя на 5–15% [68]. Штамм L. rhamnosus GG продемонстрировал свою эффективность в качестве адъювантной терапии при эрадикации H. pylori. H. Szajewska и соавт. (2009) отмечают, что применение LGG при лечении инфекции H. pyloriу детей снижает частоту побочных реакций антибиотиков: тошноты, диареи и др. [73].

И.Н. Захаровой и соавт. (2011) продемонстрирована эффективность применения синбиотика «Нормобакт» (L. acidophilus 1´10⁹ КОЕ и B. lactis BB-12Y) в терапии детей с функциональными нарушениями толстой кишки. Изменения показателей анаэробного индекса при различных типах изменения профиля КЦЖК в сторону нормальных значений свидетельствовали о тенденции к восстановлению кишечной микробиоты. Результаты проведенного исследования позволили авторам сделать вывод об эффективности применения «Нормобакта» у детей с кишечными функциональными расстройствами [8].

Многочисленные рандомизированные клинические исследования и метаанализы их результатов свидетельствуют об эффективности пробиотических штаммов L. rhamnosus GG, Lactobacillusacidophilusи BifidobacteriumlactisВВ-12 в терапии детей с состояниями, сопровождающимися нарушением микробиоты кишечника. Таким образом, в клинической практике педиатра пробиотики демонстрируют свойства, позволяющие расширить возможности профилактики, эффективной и безопасной терапии заболеваний, нормализации деятельности иммунной системы и обмена веществ.

 

Л И Т Е Р А Т У Р А

 

1. Ардатская М.Д., Минушкин О.Н. // Consilium medicum. Приложение «Гастроэнтерология». – 2006. – №2. – С.4–18.

2. Бельмер С.В. // Вопр. детской диетологии. – 2005. – Т.3, №2. – С.33–35.

3. Беляева И.А., Бомбардирова Е.П., Турти Т.В., Митиш М.Д., Потехина Т.В. // Педиатрическая фармакология. – 2015. – Т.12, №3. – С.296–303.

4. Бондаренко В.М., Мацулевич Т.В. Дисбактериоз кишечника как клинико–лабораторный синдром: современное состояние проблемы: Рук-во для врачей. – М., 2007. – 304 с.

5. Воробьев А.А. Дисбактериозы у детей: Учеб. пособие для врачей и студентов / А.А. Воробьев и др. – М., 1998. – 64 с.

6. Захарова И.Н., Дмитриева Ю.А., Суркова Е.Н., Бегиашвили Л.В. // Вопр. совр. педиатрии. – 2010. – Т.9, №2. – С.103–108.

7. Захарова И.Н., Сугян Н.Г., Дмитриева Ю.А. // Вопр. практич. педиатрии. – 2010. – Т.5, №5. – С.115–121.

8. Захарова И.Н., Свинцицкая В.И., Елезова Л.И., Гадзова И.С. // Вопр. практич. педиатрии. – 2011. – Т.6, №2. – С.63–66.

9. Захарова И.Н., Дмитриева Ю.А. // Педиатрия. – 2013. – №3. – С.74–79.

10. Ильина С.В. // Педиатрия. – 2014. – №3. – С.28–33.

11. Кафарская Л.И., Володин Н.Н., Ефимов Б.А. и др. // Вестник РАМН. – 2006. – №1. – С.10–15.

12. Корниенко Е.А. Современный подход к коррекции кишечной микрофлоры у детей: Метод. пособие для врачей / Е.А. Корниенко. – СПб., 2007. – 55 с.

13. Корниенко Е.А. // Детские инфекции. – 2007. – №3. – С.64–69.

14. Корниенко Е.А., Минина С.Н. // Мед. совет. – 2015. – №14. – С.69–72.

15. Макарова С.Г., Намазова-Баранова Л.С. // Педиатрическая фармакология. – 2015. – Т.12, №1. – С.38–45.

16. Опыт применения препарата Закофальк в различных областях гастоэнтерологии: сб. научн. работ / Под ред. М.Д. Ардатской. – М., 2013. – 64 с.

17. Смирнова Г.И. // Рос. педиатрический журнал. – 2013. – №6. – С.53–57.

18. Смирнова Г.И. // Рос. педиатрический журнал. – 2014. – №2. – С.49–56.

19. Урсова Н.И. // Вопросы детской диетологии. – 2013. – №6. – С.53–64.

20. Хавкин А.И. // РМЖ. Детская гастроэнтерология и нутрициология. – 2003. – Т.11, №3. – С.122–125.

21. Шендеров Б.А. Медицинская микробная экология. Т II. Социально-экологические и клинические последствия дисбаланса микробной экологии человека и животных. – М., 1998. – 416 с.

22. Aagaard K., Ma J., Antony K.M., et al. // Science Translational Medicine. – 2014. – N6. – P.237–265.

23. Ardissone A. N., de la Cruz D.M., Davis-Richardson A.G., et al. Meconium microbiome analysis identifies bacteria correlated with premature birth. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0090784.

24. Arumugam М., Raes J., Pelletier E., et al. // Nature. – 2011. – 473 (7346). – P.174–180.

25. Arvola T., Laiho K., Torkkeli S., et al. // Pediatrics. – 1999. – Vol.104, N5. – P.64.

26. Barbara G., Cremon C., Carini G., et al. // J. Neurogastroenterol. Motil. – 2011. – Vol.17, N4.

27. Bezirtzoglou E., Tsiotsias A., Welling G.W. // Anaerobe. – 2011. – N17. – P.478–482.

28. Bezkorovainy A. // Am. J. Clin. Nutr. – 2001. – Vol.73, N2. – P.399–405.

29. Cabrera-Rubio R., Collado M.C., Laitinen K., et al. // Am. J. Clin. Nutr. – 2012. – Vol.96. – P.544–551.

30. Collins B.S., Lin H.C. // J. Pediatr. Gastroenter. Nutr. – 2011. – Vol.52, N4. – P.382–386.

31. Conway P.L., Gorbach S.L., Goldin B.R. // J. Dairy. Sci. – 1987. – Vol.70. – P.1–12.

32. Dang D., Zhou W., Lun Z.J., et al. // J. Int. Med. Res. – 2013. – Vol.41, N5. – P.1426–1436.

33. Dicksved J., Halfvarson J., Rosenquist M., et al. // ISME. – 2008. – J2. – P.716–727.

34. Fiocchi A., Burks W., Bahna S.L., et al. // World Allergy Organ J. – 2012. – N5 (11). – P.148–167.

35. Floch M.H., Walker W.A., Guandalini S., et al. // J. Clin. Gastroenterol. – 2008. – Vol.42, N2. – P.104–108.

36. Fons M., Gomez A., Karjalainen T. // Microbial. Ecol. Health Dis. – 2000. – N2. – P.240–246.

37. Forchielli M.L., Walker W.A. // Br. J. Nutr. – 2005. – Vol.93, N1. – P.41–48.

38. Friedrich M.J. // JAMA. – 2013. – Vol.309. – P.1447–1449.

39. Giada De Palma, Inmaculada Nadal, Marcela Medina, et al. // BMC Microbiology. – 2010. – N10 (63). – P.1471–2180.

40. Gorbach S.L., Goldin B.R. // US Patent. N4839281.

41. Han J.L., Lin H.L. // World J. Gastroenterol. – 2014. – N20 (47). – P.17737–17745.

42. Huttenhower C., Gevers D., Knight R., et al. // Nature. – 2012. – Vol.486. – P.207–214.

43. Isolauri E. // Curr. Allergy. Asthma. Rep. – 2004. – Vol.4, N4. – P.270–275.

44. Jimenez E., Marin M. L., Martin R., et al. // Res. Microbiol. – 2008. – Vol.159. – P.187–193.

45. Johnston B.C., Supina A.L., Vohra S. // CMAJ. – 2006. – Vol.175, N4. – P.377–383.

46. Kirjavainen P.V., Ouwehand A.C., Isolauri E., Saliminen S.J. // FEMS Microbiol. – 1998. – Vol.167. – P.185–189.

47. Koenig J.E., Spor A., Scalfone N., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2011. – Vol.108, N1. – P.4578–4585.

48. Lee Y.K., Mazmanian S.K. // Science. – 2010. – Vol.330. – P.1769–1773.

49. Lucas A. // J. Perinatol. – 2005. – Vol.25, N2. – P.2–6.

50. Maccaferri S., Biagi E., Brigidi P. // Dig. Dis. – 2011. – Vol.29, N6. – P.525–530.

51. Martin R., Langa S., Reviriego C., et al. // J. Pediatr. – 2003. – Vol.143. – P.754–758.

52. Mandal R.S., Saha S., Das S. // Genomics Proteomics Bioinformatics. – 2015. – Vol.13, N3. – P.148–158.

53. Martinez-Lopez D.G., Funderburg N.T., Cerissi A., et al. // Pediatr Res. – 2014. – Vol.75. – P.67–74.

54. Methe B.A., Nelson K.E., Pop M., et al. // Nature. – 2012. – Vol.486. – P.215–221.

55. O’Hara A. M., O’Regan P., Fanning A., et al. // Immunology. – 2006. – Vol.118, N2. – P.202–221.

56. Palma G.De, Nadal I., Medina M., et al. // BMC Microbiology. – 2010. – N10 (63). – P.1471–2180

57. Patel R.M., Lin P.W. // Gut Microbes. – 2010. – N1. – P.186–195.

58. Penders J., Thijs C., van den Brandt P.A., et al. // Gut. – 2007. – Vol.56. – P.661–667.

59. Penders J., Stobberingh E.E., van den Brandt P.A., Thijs C. // Allergy. – 2007. – Vol.62, N11. – P.1223–1236.

60. Plummer S., Weawer M., Dee P., et al. // Int. Мicrobiоl. – 2004. – Vol.7, N1. – P.59–62.

61. Pflughoeft K.J., Versalovic J. // Ann. Rev. Pathol.: Mechanisms of Disease. – 2012. – N7. – P.99–122.

62. Putignani L., Del Chierico F., Petrucca A., Vernocchi P., Dallapiccola B. // Pediatr Res. – 2014. – Vol.76, N1. – P.2–10.

63. Qin J., Li R., Raes J., et al. // Nature. – 2010. – Vol.464 (7285). – P.59–65.

64. Rautava S., Kainonen E., Salminen S., Isolauri E. // J. Allergy Clin. Immunol. – 2012. – Vol.130, N6. – P.1355–1360.

65. Reid G., Jass J., Sebulski M.T., et al. // Clin. Microbiol. Rev. – 2003. – Vol.16, N4. – P.658–72.

66. Rhoads J.M., Fatheree N.Y., Norori J., et al. // J. Pediatr. – 2009. – Vol.155, N6. – P.823–828.

67. Rijkers G.T., Bengmark S., Enck P., et al. // J. Nutr. – 2010. – Vol.140, N3. – P.671–676.

68. Sachdeva A., Nagpal J. // Eur. J. Gastroenterol. Hepatol. – 2009. – Vol.21, N1. – P.45–53.

69. Sanchez M., Panahi S., Tremblay A. // Int. J.Environ. Res. Public Health. – 2014. – Vol.12, N1. – P.162–175.

70. Savilahti E. // Biosci Microflora. – 2011. – Vol.30, N4. – P.119–128.

71. Szajewska H., Guandallini G., Morelli L., et al. // J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. – 2010. – Vol.51, N2. – P.203–209.

72. Szajewska H., Ruszczynski M., Radzikowski A. // J. Pediatr. – 2006. – Vol.149, N3. – P.367–372.

73. Szajewska H., Albrecht P., Topczewska-Cabanek A. // J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. – 2009. – Vol.48. – P.431–436.

74. Supplementation of infant formula with probiotics and/or prebiotics: a systemic rewiew and comment by the ESPGHAN Commitee on Nutrition // J. Pediatr. Gastroenterol. – 2011. – Vol.52, N2. – P.238–250.

75. Turnbaugh P.J., Ley R.E., Hamady M., et al. // Nature. – 2007. – Vol.449. – P.804–810.

76. Van Niel C.W., Feudtner C., Garrison M.M., et al. // Pediatrics. – 2002. – Vol.109, N4. – P.678–684.

77. Vanderhoof J.A., Whitney D.B., Antonson D.L., et al. // J. Pediatr. – 1999. – Vol.135, N5. – P.564–568.

78. World Gastroenterology Organization practice guideline: Probiotics and prebiotics // Arab. J. Gastroenterology. – 2009. – Vol.10, N1. – P.33–42.

79. Yatsunenko T., Rey F.E., Manary M.J., et al. // Nature. – 2012. – Vol.486. – P.222–227.http://smed.ru/guides/81/

80. Young V.B. // Curr. Opin. Gastroenterol. – 2012. – N28. – P.63–69.

Медицинские новости. – 2017. – №2. – С. 25-31.

Внимание! Статья адресована врачам-специалистам. Перепечатка данной статьи или её фрагментов в Интернете без гиперссылки на первоисточник рассматривается как нарушение авторских прав.